利用哪些葉綠素熒光參數可以監測植物熱脅迫？

由于要經歷漫長的炎熱夏季以及未來全球變暖的預期，植物熱脅迫成為科學界普遍關注的課題。已經使用許多不同類型的測量來研究植物熱脅迫，包括NPQ，Fv / Fm，OJIP和量子光合產量Y(II)的葉綠素熒光測量。 本應用指南討論了哪些協議是最有效，最快和最容易測量的。

NPQ：

盡管NPQ可用于測量熱脅迫（Schreiber U.2004），（Tang Y.，Wen X.，Lu Q.Yang Z.，Cheng Z.，＆Lu C. 2007）（Haldiman P，＆Feller U 。2004），這是一個耗時的測量，需要非常細致。在田間推薦的暗??適應時間范圍為8到12小時，或者整晚。在實驗室推薦的暗??適應時間范圍為12到24小時不等。 （Maxwell and Johnson 2000）。在田間，NPQ不會在一夜之間完全弛豫，因為從光抑制恢復需要長達六十個小時（Lichtenthaler 2004）。因此，總有一些殘余NPQ未被測量和接受。用于測量NPQ的標準是Fv / Fm中的Fm的高度（Baker 2008）。因此，僅比較具有相同或非常相似的Fv / Fm值的樣品是極其重要的。否則，就會像對用不同的非標準尺寸的標尺的測量進行比較。除了長時間的暗適應時間之外，NPQ還必須在葉片達到穩態光合作用后才能測量，穩態光合作用通常使用人造光源，在穩定光照水平下，需要15到20分鐘的時間（Maxwell和Johnson 2000）。NPQ可以在約35℃和更高溫度檢測熱脅迫（Haldiman P，＆Feller U.2004）。 NPQ飽和脈沖圖是研究植物從熱脅迫恢復的好方法，因為NPQ隨著時間的推移而減少，量子光合產量增加（Schreiber U.2004）。

上圖描繪了熱脅迫的恢復。將樣品加熱到35℃，5分鐘，在20℃時發生恢復

Fv/Fm和OJIP：

可以通過暗適應，對Fv/Fm和OJIP進行更快速地測量；然而，研究表明它們對熱脅迫測量的價值非常有限。 暗適應時間通常從二十分鐘到整夜或黎明前。 對已發表文獻的一項調查表明，Fv / Fm只能檢測約45℃時的熱脅迫（Haldiman P，＆Feller U. 2004），（Crafts-Brander and Law 2000），OJIP只能檢測到約44℃或更高溫度的熱脅迫（Strasser 2004）。

量子光合產量（△F/Fm’）：

最后，也可能是最好的選擇是使用量子光合產量（△F / Fm'）來檢測和測量熱脅迫。△F / Fm'是一種在穩態光合作用或者在長達15至20分鐘沒有改變的光水平下進行的光適應測量（(Maxwell  and  Johnson2000）。但是，由于大多數研究人員使用環境光，葉片通常處于穩定狀態而無需額外的等待。測量只需兩到五秒鐘，而且可以在短時間內測試大量的葉子，△F / Fm'隨著光水平的變化而變化，所以控制比較的樣本的光照水平，或者用PAR葉夾測量光水平，并且將具有相似光水平的樣品進行比較是很重要的。晴間多云的天氣可能會導致在田間測量出現問題，因為穩態光合作用并不能一直保持。另外，在田間測量冠層頂部的葉子是很常見的，因為太陽斑點和由風引起的植被移動，阻止葉子達到穩態光合作用。文獻顯示△F / Fm'在約35℃或更高溫度檢測熱脅迫（Haldiman P，＆Feller U. 2004），（Dascaliuc A.，Ralea t.，Cuza P. 2007）。這種測量在幾秒鐘內提供NPQ對熱脅迫的敏感性。

△F / Fm'可用于更先進的葉綠素熒光儀，如Opti-Sciences型號; OS5p+和OS1p。 NPQ最好由OS5p處理，因為它具有非常穩定的光化光源來驅動光合作用。 為了進行比較，發現CO2氣體交換可以檢測和測量約30℃的熱脅迫（Haldiman P，＆Feller U. 2004）。 對于那些希望同時使用氣體交換和葉綠素熒光的人來說，可以使用OS5p結合ADC LCpro + CO2氣體交換系統進行熒光和CO2氣體交換組合測量。

參考文獻：
Baker N.R, (2008) “Chlorophyll Fluorescence: A Probe of Photosynthesis In Vivo” Annu. Rev. Plant Biol.2008. 59:89–113
Crafts-Brandner S. J., Law R.D. (2000) Effects of heat stress on the inhibition and recovery of ribulase-1, 5-biphsphate carboxylase/ oxygenase activation state. Planta (2000) 212: 67-74 
Dascaliuc A., Ralea t., Cuza P., (2007) Influence of heat shock on chlorophyll fluorescence of white oak
(Quercus pubescens Willd.) leaves. Photosynthetica 45 (3): 469-471, 2007
Haldimann P, & Feller U. (2004) Inhibition of photosynthesis by high temperature in oak
(Quercus  pubescens L.) leaves grown under natural conditions closely correlates with a reversible heat
dependent reduction of the activation state of ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase.
Lichtenthaler H. K., Burkart S., (1999) Photosynthesis and high light stress. Bulg. J. Plant Physiol., 1999,25(3-4), 3-16
Lichtenthaler H. K., Babani F. (2004) Light Adaption and Senescence of  the Photosynthetic Apparatus.
Changes in Pigment Composition, Chlorophyll Fluorescence Parameters and Photosynthetic Activity. From Chapter 28,  “Chlorophyll a Fluorescence a Signature of Photosynthesis”, edited by George Papaqeorgiou and Govindjee, published by Springer 2004, PO Box 17, 3300 AA Dordrecht, The Netherlands, page 716
Maxwell K., Johnson G. N, (2000) Chlorophyll fluorescence – a practical guide. Journal of Experimental
Botany Vol. 51, No. 345, pp. 659-668- April 2000
Schreiber U, (2004)Pulse-Amplitude-Modulation (PAM) Fluorometry and Saturation Pulse Method: An
Overview From Chapter 11, “Chlorophyll a Fluorescence a Signature of Photosynthesis”, edited by George Papaqeorgiou and Govindjee, published by Springer 2004, PO Box 17, 3300 AA Dordrecht, The Netherlands, page  279-319
Strasser R.J, Tsimilli-Michael M., and Srivastava A. (2004) - Analysis of Chlorophyll a Fluorescence
Transient. From Chapter 12,  “Chlorophyll a Fluorescence a Signature of Photosynthesis”, edited by George Papaqeorgiou and Govindjee, published by Springer 2004, PO Box 17, 3300 AA Dordrecht, The Netherlands, page 340
Tang Y., Wen X., Lu Q., Yang Z., Cheng Z., Lu C., (2007) Heat stress induces an aggregation of the light-harvesting complex of photosystem II in spinach plants. Plant Physiology, Feb. 2007 Vol. 143, pp629-638